Hemocultivos en sepsis: checklist de preparación previa

Existe una inercia clínica notable hacia prácticas heredadas —esperar al pico febril para pinchar, mantener la aguja tras la venopunción para «no contaminar», o extraer a través de una vía periférica canalizada el día anterior— que sobreviven a la transmisión de residente a residente sin que nadie las someta a juicio crítico. Cualquier preparación rigurosa del material para la extracción de hemocultivos en sepsis debe comenzar por desactivar estos automatismos antes de detallar qué frasco, qué antiséptico o qué sistema de extracción vamos a utilizar.

En el contexto del código sepsis, la prioridad es doble: obtener muestras fiables sin retrasar de forma relevante el tratamiento antimicrobiano. Si la situación clínica permite hacerlo, los hemocultivos deben extraerse antes de administrar el antibiótico empírico. No es necesario esperar a que aparezca fiebre ni coordinar la toma con un supuesto pico térmico. La bacteriemia no sigue un horario tan cómodo y, en un paciente inestable, la oportunidad de la muestra debe integrarse en la atención inicial, no convertirse en una ceremonia que retrase las decisiones urgentes.

Entre esa decisión táctica y la ejecución material se abre un terreno menos vistoso, pero decisivo: volumen insuficiente, frascos mal elegidos, piel palpada de nuevo, tapones desinfectados con prisa, muestras sin hora de extracción o botellas que permanecen en el control hasta que alguien puede llevarlas al laboratorio. El resultado no es solo un cultivo negativo. También puede ser un cultivo positivo difícil de interpretar, una contaminación que obliga a repetir pruebas o una exposición antibiótica que no habría sido necesaria.

Volumen y número de frascos: el error que se arrastra

El volumen de sangre por frasco no es un detalle logístico. Es una de las variables que más condicionan la recuperación de microorganismos cuando su concentración en sangre es baja. En el adulto, la referencia práctica es inocular 10-15 ml en cada frasco, respetando siempre la marca de llenado y las instrucciones del sistema empleado. Un set formado por una botella aerobia y otra anaerobia representa, por tanto, un volumen total aproximado de 20-30 ml.

Ese rango no debe entenderse como una invitación a llenar los frascos «hasta donde se pueda». El objetivo es alcanzar el volumen previsto de manera reproducible y sin sobrepasar la marca indicada. Introducir más sangre de la recomendada puede alterar la relación entre sangre y medio de cultivo y, sobre todo, revela que el procedimiento se está realizando sin atender a las especificaciones del fabricante. Una mala antisepsia no se corrige con más volumen, del mismo modo que un frasco bien lleno no compensa una muestra mal identificada.

En adultos, la práctica de referencia suele consistir en obtener al menos dos sets, cada uno con una botella para aerobios y otra para anaerobios. Cuando se obtienen dos sets, deben proceder de lugares de venopunción diferentes siempre que la situación clínica y las condiciones del paciente lo permitan. La separación entre las punciones ayuda a interpretar posteriormente un aislamiento dudoso y evita que una única muestra se convierta en toda la base microbiológica de una decisión terapéutica compleja.

No conviene convertir el volumen ni el número de frascos en una competición. Un único par puede ser insuficiente, especialmente cuando el paciente ya ha recibido antibióticos o cuando la sospecha de bacteriemia es alta. A la inversa, aumentar indiscriminadamente el número de botellas no sustituye a una indicación clínica razonada. También incrementa el volumen de sangre extraído y la posibilidad de errores de identificación. La decisión debe tomarla el equipo dentro del contexto clínico, no la costumbre de la unidad.

En pacientes con bajo peso, en edades pediátricas o cuando existe una limitación importante para la extracción, la selección del frasco y el volumen deben adaptarse al protocolo local. Un frasco pediátrico no es simplemente una botella adulta más pequeña: está diseñado para volúmenes de sangre diferentes y no debe rellenarse como si fuera un recipiente convencional. La referencia de 10-15 ml por frasco corresponde al adulto y no debe trasladarse sin más a otros grupos de edad.

En el adulto, cada frasco debe recibir 10-15 ml; un set aerobio-anaerobio suma aproximadamente 20-30 ml. El volumen correcto es parte de la calidad de la muestra.

La extracción debe organizarse antes de pinchar. Hay que comprobar que los frascos corresponden al paciente, que no están caducados ni deteriorados, que el sistema de inoculación es compatible con la botella y que el volumen puede medirse o estimarse con suficiente precisión. También conviene revisar si alguno de los frascos presenta grietas, pérdida de vacío, tapón dañado o restos visibles que hagan desaconsejable su uso.

Antes de iniciar la extracción, el material debería quedar dispuesto en una superficie limpia y accesible:

• Frascos aerobios y anaerobios adecuados para la edad y las características del paciente.
• Dispositivo de extracción compatible: palomilla, adaptador de seguridad o jeringa, según el procedimiento previsto.
• Guantes y material de protección individual conforme al riesgo de salpicaduras.
• Antiséptico cutáneo autorizado por el protocolo del centro.
• Gasas estériles, compresor y apósito.
• Producto para desinfectar los tapones de los frascos.
• Etiquetas y solicitud electrónica o en papel con los datos clínicos relevantes.
• Contenedor para material punzante situado al alcance de la mano.

La identificación de los frascos no debe dejarse para «cuando terminemos». En un box con varios accesos vasculares, bombas de infusión y más de una muestra pendiente, ese retraso favorece errores de trazabilidad. El sitio de extracción, la fecha y la hora son parte de la muestra, no un añadido administrativo. Si se han obtenido frascos de una vena periférica y de un catéter, esa diferencia debe quedar reflejada desde el principio.

Antisepsia cutánea y desinfección de los frascos

La antisepsia cutánea tiene dos objetivos diferentes: reducir la flora del paciente en el punto de punción y evitar que el propio procedimiento vuelva a contaminar la zona. El antiséptico de elección depende de la política del centro, de la edad del paciente y de posibles contraindicaciones. En adultos y en niños mayores de dos meses suele utilizarse clorhexidina alcohólica, a menudo al 2 %, siempre de acuerdo con la ficha del producto y el protocolo institucional. Si no puede emplearse, deben seguirse las alternativas establecidas localmente; no es razonable improvisar una concentración o un tiempo de contacto.

La fricción debe ser suficiente para cubrir la zona y respetar el tiempo indicado por el fabricante. Después hay que dejar secar por completo. El secado no es un gesto decorativo: forma parte de la acción antiséptica y reduce el riesgo de arrastrar el producto o de introducirlo en el frasco. Soplar, abanicar la piel con la mano o secarla con una gasa no estéril no son sustitutos aceptables.

La palpación posterior merece una mención específica porque es uno de los puntos donde la técnica se rompe con mayor facilidad. Una vez desinfectada la piel, no debe volver a tocarse el punto de punción con un dedo desnudo o con un guante que haya entrado en contacto con una superficie no estéril. Si la anatomía obliga a palpar de nuevo, el procedimiento debe contemplar una técnica adecuada y, en su caso, una nueva antisepsia. Lo que no funciona es desinfectar, tocar y actuar como si la primera preparación siguiera intacta.

La presencia de un catéter, un apósito previo, sudor, restos de adhesivo o suciedad visible también debe resolverse antes de la antisepsia definitiva. No se trata de aplicar más producto sobre una superficie mal preparada. Primero se limpia según el procedimiento del centro; después se realiza la antisepsia destinada a la punción.

Los tapones de goma de los frascos requieren una preparación separada. Tras retirar la tapa protectora, se friccionan con el producto indicado —por ejemplo, alcohol de 70º o una solución alcohólica compatible— durante el tiempo establecido y se dejan secar al aire. La desinfección debe hacerse antes de conectar el dispositivo, no mientras la botella ya está en la mano y el equipo espera. Si se manipula el tapón después de desinfectarlo, la barrera deja de ser fiable.

No hay que olvidar que la contaminación no siempre produce un resultado espectacular. A veces aparece como el crecimiento aislado de un microorganismo habitual de la piel en una sola botella. Otras veces obliga a repetir hemocultivos, prolonga la observación o induce a mantener antibióticos mientras se decide si el hallazgo es clínicamente relevante. La prevención empieza mucho antes de que el laboratorio informe de un estafilococo coagulasa negativo.

Orden de inoculación: según el sistema, no según la inercia

El orden de llenado de las botellas depende del sistema utilizado. No existe una regla universal que permita repetir mecánicamente la misma secuencia con una palomilla y con una jeringa.

Con un sistema de vacío, como una palomilla conectada directamente al adaptador de los frascos, suele inocularse primero la botella aerobia y después la anaerobia. El motivo es evitar que el aire contenido en el sistema entre en el frasco anaerobio. La conexión debe realizarse sin desconexiones innecesarias y con el dispositivo de seguridad preparado para retirar la aguja en cuanto termine el procedimiento.

Cuando se utiliza una jeringa convencional, el orden habitual es el inverso: primero el frasco anaerobio y después el aerobio. El propósito es reducir la exposición de la muestra al aire durante la transferencia. En ambos casos, lo determinante es conocer el material concreto antes de comenzar y seguir las instrucciones del sistema, no aplicar una costumbre heredada sin comprobar si corresponde al dispositivo que se tiene delante.

La secuencia puede resumirse así:

1. Comprobar el tipo de sistema de extracción.

2. Preparar y desinfectar los frascos antes de la venopunción.

3. Extraer el volumen previsto, 10-15 ml por frasco en el adulto, sin interrumpir innecesariamente el circuito.

4. Inocular primero la botella que corresponda al dispositivo empleado.

5. Completar el set con la segunda botella hasta alcanzar el volumen indicado.

6. Retirar la aguja y desecharla directamente en el contenedor de punzantes.

7. Etiquetar las botellas identificando el origen, la fecha y la hora.

El cambio de aguja entre la venopunción y la inoculación no se considera una medida rutinaria necesaria. Añade una manipulación y aumenta el riesgo de pinchazo accidental sin aportar un beneficio claro cuando la extracción se ha realizado con técnica adecuada. La prevención de la contaminación debe concentrarse en la antisepsia, la manipulación de los tapones, la no reutilización de dispositivos y la correcta identificación de la muestra.

Esto no significa que cualquier manipulación sea aceptable. La aguja no se reutiliza, no se deja sobre la mesa y no se transporta de un lugar a otro. Si se emplea una jeringa, el trasvase debe hacerse con un dispositivo seguro y conforme al procedimiento del centro. La seguridad del profesional forma parte de la calidad preanalítica; una técnica que depende de mantener una aguja expuesta durante varios pasos no es una buena técnica.

También es preferible evitar interrupciones que obliguen a desconectar y volver a conectar el sistema. Cada desconexión añade una oportunidad para contaminar el circuito, perder sangre o confundir el orden de los frascos. Si se produce una incidencia —por ejemplo, una pérdida de vacío o una dificultad técnica— debe resolverse de acuerdo con el procedimiento local y dejar constancia cuando pueda afectar a la interpretación de la muestra.

Sospecha de bacteriemia asociada a catéter: la comparación que sí sirve

Cuando la sospecha clínica se orienta a una infección relacionada con un catéter venoso central, la información útil no procede de comparar dos frascos del mismo origen ni de observar qué botella se positiviza antes dentro de un único set. El tiempo diferencial de positividad tiene sentido cuando se comparan, obtenidas de forma adecuada, una muestra periférica y otra extraída a través del catéter.

La estrategia debe acordarse con microbiología y con el protocolo local. En términos generales, se obtienen de forma simultánea:

1. Un set mediante punción venosa periférica.

2. Un set a través del lumen o de los lúmenes que se quieran estudiar, según la situación clínica y las normas del centro.

Cada muestra debe quedar identificada con el origen exacto: «periférica», «lumen proximal», «lumen distal» o la denominación que corresponda. También es imprescindible registrar la hora de extracción. Si las muestras no son simultáneas o no se conoce con precisión de dónde procede cada botella, la comparación pierde valor y el resultado debe interpretarse con cautela.

La positividad más temprana de la muestra obtenida a través del catéter, en comparación con la periférica, puede apoyar el diagnóstico de infección relacionada con el catéter cuando se cumplen los criterios microbiológicos establecidos. El umbral de diferencia temporal utilizado habitualmente es de al menos dos horas, pero no debe aplicarse como una regla aislada ni fuera del contexto clínico. Depende de que las muestras estén correctamente pareadas, de que el volumen sea comparable y de que el laboratorio disponga de registros fiables del tiempo hasta la positividad.

El tiempo diferencial de positividad no distingue por sí solo contaminación de bacteriemia. Compara una muestra del catéter con otra periférica obtenidas de forma simultánea.

La cuestión del acceso periférico también requiere precisión. Una vía periférica que lleva horas o días canalizada no es equivalente a una venopunción directa. La extracción desde una llave de tres pasos, una extensión o un equipo de perfusión puede arrastrar restos de soluciones, biofilm o microorganismos introducidos durante la manipulación. Por eso, cuando se necesita un hemocultivo periférico, la muestra debe obtenerse mediante punción directa en un lugar adecuado, salvo que el protocolo contemple una situación concreta y bien definida.

Si la vía periférica acaba de canalizarse, la extracción puede realizarse en ese mismo momento y antes de las manipulaciones posteriores, siempre que el procedimiento esté previsto y se identifique correctamente el origen. No es lo mismo aprovechar una venopunción recién realizada que aspirar sangre de un catéter que lleva horas conectado a una perfusión.

En los catéteres multilumen, la elección del lumen debe documentarse. No basta con escribir «catéter central» en la solicitud. La posibilidad de que cada lumen haya recibido fármacos distintos, nutrición parenteral o infusiones continuas puede modificar la interpretación de la muestra y la decisión sobre qué acceso conservar o retirar. Cuando se obtienen muestras de varios lúmenes, cada botella debe quedar asociada al lumen concreto, no solo al catéter general.

En este escenario, la etiqueta es casi tan importante como el frasco. Una botella correctamente incubada pero sin origen identificable puede no responder a la pregunta clínica. Si la pregunta es si el catéter está implicado, el laboratorio necesita saber qué muestra procede de la vena y cuál de cada lumen.

Calidad y transporte: lo que la unidad puede medir

La calidad de los hemocultivos no termina cuando se retira la aguja. Hay que observar el proceso completo: indicación, identificación, volumen, técnica, conservación y llegada al laboratorio. Muchos fallos que después se atribuyen a la microbiología nacen en la fase preanalítica, cuando una muestra queda sin hora, se etiqueta lejos del paciente o pasa demasiado tiempo en el control.

El transporte debe realizarse lo antes posible y siguiendo el circuito establecido por el centro. Los frascos no deben permanecer olvidados junto al ordenador, en una bandeja sin identificar o dentro de un cajón a la espera del siguiente traslado. La demora puede afectar al tiempo registrado hasta la positividad y dificulta relacionar el resultado con la situación clínica del paciente. Además, si la muestra se envía sin información suficiente, el laboratorio puede no conocer que se trata de un estudio en el contexto de sepsis o de una sospecha de infección asociada a catéter.

Como norma general, los frascos deben mantenerse en las condiciones indicadas por el laboratorio y no refrigerarse salvo que exista una instrucción expresa para ese sistema concreto. Tampoco deben colocarse cerca de fuentes de calor ni someterse a manipulaciones innecesarias durante el traslado. La botella debe llegar íntegra, cerrada y con la etiqueta legible.

La solicitud debe aportar los datos que permitan interpretar el resultado, sin convertir el formulario en un relato interminable. Son especialmente útiles:

• Identificación inequívoca del paciente.
• Fecha y hora exactas de la extracción.
• Origen de cada muestra: punción periférica, catéter central y lumen concreto cuando proceda.
• Sospecha de sepsis, bacteriemia o infección relacionada con catéter.
• Tratamiento antimicrobiano ya administrado, con la información disponible.
• Datos clínicos relevantes para la interpretación microbiológica.
• Identificación del profesional o del equipo responsable de la toma, según el sistema del centro.

El volumen también debe poder reconstruirse si surge una duda. No siempre será posible medirlo con exactitud, pero sí debe evitarse que el laboratorio reciba frascos claramente infrarellenados o sobrepasados sin ninguna explicación. En el adulto, un set aerobio-anaerobio de 20-30 ml, distribuido en 10-15 ml por frasco, ofrece una referencia sencilla para valorar si la extracción se ha realizado de forma adecuada.

La trazabilidad permite distinguir un problema de toma de un problema de interpretación. Si un frasco resulta positivo, el origen y la hora ayudan a valorar si se trata de una bacteriemia real, una contaminación o un hallazgo relacionado con un catéter. Si todos los frascos proceden de un acceso vascular manipulado y no existe una muestra periférica de referencia, la interpretación queda limitada desde el inicio.

Incidencias que conviene comunicar

No todas las dificultades obligan a descartar una muestra, pero sí deben comunicarse cuando pueden cambiar su valor clínico. Entre ellas se encuentran:

• Imposibilidad de obtener el volumen previsto.
• Rotura del vacío o fallo del dispositivo de extracción.
• Contaminación visible del material o contacto del tapón ya desinfectado con una superficie no estéril.
• Error o duda en la identificación del origen.
• Extracción realizada después de iniciar el antibiótico.
• Muestra obtenida de una vía distinta de la que figuraba en la solicitud.
• Derrame, pérdida de la etiqueta o deterioro del frasco durante el transporte.
• Retraso relevante en la llegada al laboratorio.

Ocultar una incidencia para que el procedimiento parezca limpio no mejora la calidad del dato. Al contrario: elimina información que puede ser necesaria para interpretar un resultado discordante. Una muestra imperfecta puede seguir siendo útil si el laboratorio y el equipo clínico conocen sus limitaciones.

La preparación empieza antes de la punción

Un protocolo de código sepsis no debería reducir la extracción de hemocultivos a «sacar dos botellas». La muestra tiene que responder a una pregunta clínica y llegar al laboratorio con suficiente calidad para que esa pregunta pueda contestarse. Eso exige escoger bien el acceso, preparar el material, respetar la antisepsia, alcanzar el volumen adecuado, seguir el orden que corresponde al sistema y registrar con precisión qué se ha hecho.

En el adulto, la referencia debe quedar clara: 10-15 ml por frasco y 20-30 ml por set aerobio-anaerobio. A partir de ahí, la técnica no consiste en llenar por rutina, sino en obtener una muestra representativa, con el menor número posible de manipulaciones y sin añadir retrasos evitables al tratamiento.

La parte más importante del procedimiento no suele ser la que más se ve. Está en haber comprobado los frascos antes de pinchar, en no tocar de nuevo una piel ya preparada, en distinguir una punción periférica de una extracción desde una vía antigua y en escribir una hora y un origen que permitan interpretar el resultado. En medicina intensiva, la fiabilidad de una muestra rara vez depende de un único gesto brillante. Depende de que todos los gestos pequeños estén alineados.